پژوهش های حفاظت گیاهان ایران

پژوهش های حفاظت گیاهان ایران

ارزیابی مقاومت و پاسخ بیوشیمیایی ارقام مختلف جو در برهمکنش با نماتد ریشه‌گرهی (Meloidogyne incognita)

نوع مقاله : مقالات پژوهشی

نویسندگان
میدیا احمدی
عصمت مهدیخانی مقدم
حمید روحانی
محسن مهرور
گروه گیاه‌پزشکی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران
10.22067/jpp.2022.76935.1097
چکیده
نماتد (Meloidogyne incognita) شناخته شده­ترین نماتد ریشه گرهی است که بیش از 2000 گونه­ی میزبانی دارد. در مدیریت نماتدها، استفاده از ارقام مقاوم به دلیل سازگاری با محیط زیست، صرفه­ی اقتصادی و گاهاً عدم امکان پیاده سازی سایر روش­ها در کشورهای در حال توسعه، از جایگاه ویژه­ای برخوردار است. از این رو، ارزیابی مقاومت گیاهان مهم اقتصادی از جمله جو (Hordeum vulgare) جهت جلوگیری از ایجاد خسارت و بررسی برخی تعاملات نماتد با این گیاه ضروری می­نماید. طی این پژوهش، به ارزیابی مقاومت ارقام مختلف جو شامل نیک، نیمروز و زرجو بر پایه­ی فاکتورهای رشدی گیاه (طول، وزن تر و خشک اندام هوایی و ریشه) و شاخص گال نماتد در 60 روز پس از مایه‌زنی پرداخته شد. سپس طی آزمون بیوشیمیایی، فعالیت آنزیم­های سوپراکسید دیسموتاز (SOD)، کاتالاز (CAT) و آسکوربات پراکسیداز (APX) در روزهای صفر، یک، دو، سه و چهار روز پس از مایه زنی اندازه­گیری شد. نتایج نشان داد که دو رقم نیمروز و زرجو با شاخص گال سه به عنوان نسبتاً مقاوم و رقم نیک با شاخص گال چهار به عنوان نسبتاً حساس تعیین شد. بر اساس فاکتورهای رشدی گیاه، نماتد تاثیر منفی بر طول و وزن اندام هوایی و طول ریشه و تاثیر مثبت بر وزن ریشه داشت. آنزیم SOD در ارقام نیک، نیمروز و زرجو به ترتیب در مقادیر 72/2، 91/1 و 15/2 واحد میلی­گرم بر پروتئین در روزهای چهارم، چهارم و سوم پس از مایه زنی، فعالیت حداکثری نشان داد. فعالیت آنزیم فوق، در رقم نیک 42/1 و 25/1 برابر فعالیت بیشینه نیمروز و زرجو تعیین گردید. بین نقاط زمانی صفر، یک و دو با روزهای سوم و چهارم نمونه آلوده در رقم نیک، اختلاف معنی‌داری مشاهده گردید. در دو رقم دیگر، فعالیت آنزیم با شیبی ملایم افزایش یافت. آنزیم CAT در ارقام نیک، نیمروز و زرجو در مقادیر 204/0، 09/0 و 11/0 میکرومول بر دقیقه میلی­گرم پروتئین در روز چهارم پس از مایه‌زنی به پیک رسید. در رقم نیک، برخلاف دو رقم دیگر آنزیم به میزان بیش­تری افزایش یافته و از روز دو تا چهارم شیب تندی داشت. در گیاهان آلوده­ی نیمروز، علیرغم افزایش تدریجی آنزیم، اختلاف معنی داری بین هیچ یک از روز­ها یافت نشد. آنزیم APX در مقادیر 26/0، 27/0 و 24/0 میکرومول بر دقیقه میلی­گرم پروتئین به ترتیب در ارقام نیک، نیمروز و زرجو در روز چهارم به اوج رسید. فعالیت آنزیم نامبرده در سه رقم روند افزایشی داشت. حداکثر فعالیت این آنزیم در نیمروز بوده که به ترتیب 03/1 و 1/1 برابر نیک و زرجو تعیین گردید. در این رقم، روند افزایشی سریع بوده و بین همه نقاط زمانی اختلاف معنی‌داری در سطح 05/0 وجود داشت. احتمالاً نماتد جهت تشکیل سلول غول‌آسا مانع از انتقال بهینه آب و مواد غذایی به اندام هوایی و در نتیجه کاهش رشد آن شده و به دلیل ایجاد گره، موجب افزایش وزن ریشه شده است. فعالیت بیش­تر آنزیم­های فوق در رقم نیک احتمالاً به دلیل برهمکنش سازگاری و ناتوانی گیاه در القای پاسخ فوق حساسیت علیه نماتد صورت گرفته است. بیان کم­تر آنزیم­ها در ارقام نیمروز و زرجو نیز احتمالاًبه دلیل مقاومت نسبی به نماتد می­باشد.
کلیدواژه‌ها
آسکوربات پراکسیداز
سوپراکسید دیسموتاز
فاکتور تولید مثلی نماتد
کاتالاز
گال
موضوعات
  1. Barbary, A., Djian-Caporalino, C., Palloix, A., & Castagnone-Sereno, P. (2015). Host genetic resistance to root-knot nematodes, Meloidogyne, in solanaceae: from genes to the field. Pest Management Science 71: 1591–1598. https://doi.org/10.1002/ps.4091.
  2. Beers, R.F., & Sizer, I.W. (1952). A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase. The Journal of Biological Chemistry 195: 133–140.
  3. Bowler, C., Montagu, M.V., & Inze, D. (1992). Superoxide dismutase and stress tolerance. Physiology and Molecular Biology of Plants 43: 83-116.
  4. Bowler, C., Montagu, M.V., & Inze, D. (2005). Superoxide dismutase and abiotic stress tolerance. Physiology and Molecular Biology of Plants 11(2): 187–198.
  5. Bradford, M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 2: 248-254.
  6. De Brida, A.L., Da Silva Correia, E.C.S., De Castro, E., Castro, B.M., Cola Zanuncio, J., & Wilcken, S.R.S. (2017). Oat, wheat, and sorghum genotype reactions to Meloidogyne incognita and Meloidogyne javanica. Journal of Nematology 49(4): 386–389. https://doi.org/10.21307/jofnem-2017-086.
  7. Dong, W., Holbrook, C.C., Timper, P., Brenneman, T.B., & Mullinix, B.G. (2007). Comparison of methods for assessing resistance to Meloidogyne arenaria in peanut. Journal of Nematology 39: 169–175.
  8. Du, C., Shen, F., Li, Y., Zhao, Z., Xu, X., Jiang, J., & Li, J. (2021). Effects of salicylic acid, jasmonic acid and reactive oxygen species on the resistance of Solanum peruvianum to Meloidogyne incognita. Scientia Horticulturae https://doi.org/10.1016/j.scienta.2020.109649.
  9. Elling, A.A. (2013). Major emerging problems with minor Meloidogyne Phytopathology 103: 1902-1102. https://doi.org/10.1094/PHYTO-01-13-0019-RVW.
  10. Gheysen, G., & Mitchum, M.G. (2019). Phytoparasitic nematode control of plant hormone pathways. Plant Physiology https://doi.org/1212–1226. 10.1104/pp.18.01067.
  11. Hussain, M.A., Mukhtar, T., & Kayani, M.Z. (2014). Characterization of susceptibility and resistance responses to root-knot nematode (Meloidogyne incognita) infection in okra germplasm. Pakistan Journal of Agricultural Sciences 51: 309–314. https://doi.org/10.1016/j.cropro.2015.12.024.
  12. Hussey, R.S., & Barker, K.R. (1973). A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp. including a new technique. Plant Disease Reports 57: 1025-1028.
  13. Jones, J.D., & Dangl, J.L. (2006). The plant immune system. Nature 444(7117): 323-329. https://doi.org/10.1038/nature05286.
  14. Kar, M., & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxidase, and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology 57(2): 315–319.
  15. Karajeh, M.R. (2011). Response of wheat, barley and oat cultivars and accessions to Meloidogyne javanica. Nematologia Mediterranea 39: 85–89.
  16. Korayem, A.M., El-Bassioun, H.M.S., El-Monem, A.A.A., & Mohamed, M.M.M. (2012). Physiological and biochemical changes in different sugar beet genotypes infected with root-knot nematode. Acta Physiologiae Plantarum 34(5):1847–1861. https://doi.org/10.1007/s11738-012-0983-1.
  17. Labudda, M., Tokarz, K., Tokarz, B., Muszynska, E., Gietler, M., Gorecka, M., Rozanska, E., Rybarczyk-Plonska, A, Fidler, J., Prabucka, B., Dababat, A.A., & Lewandowski, M. (2020). Reactive oxygen species metabolism and photosynthetic performance in leaves of Hordeum vulgare plants co-infested with Heterodera filipjevi and Aceria tosichella. Plant Cell Reports 39(12): 1719–1741. https://doi.org/10.1007/s00299-020-02600-5.
  18. Langridge, P. (2017). Economic and academic importance of barley. Stein N., and Muehlbauer F. J. (2018). Springer International Publishing AG, part of Springer Nature. pp. 1-8. http://dx.doi.org/10.1007/978-3-319-92528-8_1.
  19. Lightfoot, D.J., Mcgrann, G.R.D., & Able, A.J. (2017). The role of a cytosolic superoxide dismutase in barley–pathogen interactions. Molecular Plant Pathology 18(3): 323–335. https://doi.org/10.1111/mpp.12399.
  20. Mhamdi, A., Queval, G., Chaouch, S., Vanderauwera, S., Van Breusegem, F., & Noctor, G. (2010). Catalase function in plants: a focus on Arabidopsis mutants as stress-mimic models. Journal of Experimental Botany 61(15): 4197–4220. https://doi.org/10.1093/jxb/erq282.
  21. Molinari, S. (2011). Natural genetic and induced plant resistance, as a control strategy to plant-parasitic nematodes alternative to pesticides. Plant Cell Reports 30(3): 311–323.
  22. Molinari, S., Fanelli, E., & Leonetti, P. (2014). Expression of tomato salicylic acid (SA)-responsive pathogenesis-related genes in Mi-1-mediated and SA-induced resistance to root-knot nematodes. Molecular Plant Pathology 15(3): 255–264. https://doi.org/10.1111/mpp.12085.
  23. Nakano, Y., & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology 22: 867-888.
  24. Oliveira, J.T.A., Andrade, N.C., Martins-Miranda, A.S., Soares, A.A., Gondim, D.M.F., Araujo-Filho, J.H., Freire-Filho, F.R., & Vasconcelos, I.M. (2012). Differential expression of antioxidant enzymes and PR-proteins in compatible and incompatible interactions of cowpea (Vigna unguiculata) and the root-knot nematode Meloidogyne incognita. Plant Physiology and Biochemistry 51: 145–152. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2011.10.008.
  25. Patric, P.J., Simon, R.W., Ivan, G.G., & Martin, C. (2013). Chemical control of nematodes. Plant nematology. Perry R., and Moens M. (2013). CAB International. pp. 459-479.
  26. Quesenberry, K.H., Baltensperger, D.D., Dunn, R.A., Wilcox, C.J., & Hardy, S.R. (1989). Selection for tolerance to root-knot nematodes in red clover to evaluate. Crop Science 65: 62–65.
  27. Roland, N.P., & Maurice, M. (2015). Introduction to plant-parasitic nematodes; modes of parasitism. Genomics and molecular genetics of plant-nematode interactions. Jones J., Gheysen G., and Fenoll C. Springer Science+Business Media B.V. 1-17. https://doi.org/10.1007/978-94-007-0434-3_1.
  28. Rao, M.S.S., Bhagsari, A.S., & Mohamad, A.I. (2002). Fresh green seed yield and seed nutritional traits of vegetable soybean genotypes. Crop Science 42: 1950–1958. https://doi.org/10.2135/cropsci2002.1950.
  29. Scandalios, J.G. (2005). Oxidative stress: molecular perception and transduction of signals. Brazilian Journal of Medical and Biological Research 38(7): 995–1014. https://doi.org/10.1590/s0100-879x2005000700003.
  30. Schatzman, S.S., & Culotta,V.C. (2018). Chemical warfare at the microorganismal level: a closer look at the superoxide dismutase enzymes of pathogens. ACS Infectious Diseases 4: 893–903. https://doi.org/10.1021/acsinfecdis.8b00026.
  31. Sharma, P., Jha, A.B., Dubey, R.S., & Pessarakli, M. (2012). Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plants under stressful conditions. Journal of Botany 2012: 1–26. https://doi.org/10.1155/2012/217037.
  32. Shi, Q., Mao, Z., Zhang, X., Ling, J., Lin, R., Zhang, X., Liu, R., Wang, Y., Yang, Y., Cheng, X., & Xie, B. (2018). The novel secreted Meloidogyne incognitaeffector MiISE6 targets the host nucleus and facilitates parasitism in Arabidopsis. Frontiers in Plant Science 9: 1–16. https://doi.org/10.1155/2012/217037.
  33. Simonetti, E., Alba, E., Montes, M.J., Delibes, A., & Lopez-Brana, I. (2010). Analysis of ascorbate peroxidase genes expressed in resistant and susceptible wheat lines infected by the cereal cyst nematode, Heterodera avenae. Plant Cell Reports 29(10): 1169–1178. https://doi.org/10.1007/s00299-010-0903-z.
  34. Stenberg, J.A. (2017). A Conceptual framework for integrated pest management. Trends in Plant Science 22(9): 759–769. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2017.06.010.
  35. Torres, M.A., Jones, J.D.G., & Dangl, J.L. (2006). Reactive oxygen species signaling in response to pathogens. Plant Physiology 141(2): 373–378. https://doi.org/10.1104/pp.106.079467.
  36. Wang, Y.C., Qu, G.Z., Li, H.Y., Wu, Y.J., Wang, C., Liu, G.F., & Yang, C.P. (2010). Enhanced salt tolerance of transgenic poplar plants expressing a manganese superoxide dismutase from Tamarix androssowii. Molecular Biology Reports 37: 1119- 1124. https://doi.org/10.1007/s11033-009-9884-9.
  37. Wikes, J.E., & Kirkpatrick, T.L. (2020). The effects of Meloidogyne incognita and Heterodera glycines on the yield and quality of edamame (Glycine max) in Arkansas. Journal of Nematology 52:1-15.
  38. Yao, S., Huang, Y., & Yang, J-in. (2020). The Screening of Resistance against Meloidogyne graminicola in Oats. Agriculture 352: 1-10.
  39. Zacheo, G., & Bleve-Zacheo, T. (1988). Involvement of superoxide dismutases and superoxide radicals in the susceptibility and resistance of tomato plants to Meloidogyne incognita Physiological and Molecular Plant Pathology 32(2): 313–322.
  40. Zadoks, J.C., & Board, E. (1999). A decimal code for the growth stages of cereals. Weed Research 14: 415-421.

 

ارسال نظر در مورد این مقاله
نام را وارد کنید.
نشانی پست الکترونیکی را به درستی وارد کنید.
وابستگی سازمانی را به درستی وارد کنید.
توضیحات را وارد کنید (حداقل 50 حرف)
CAPTCHA Image
شناسه امنیتی را به درستی وارد کنید.